Tampereen Uuden Yliopiston Säätiön puheenjohtajaksi on valittu 70-vuotias biokemian tohtori Marja Makarow, joka on ollut mm. Helsingin yliopiston va-rarehtorina, Suomen akatemian tutkimusjohtajana,Euroopan Tiedesäätiön pu- heenjohtajana Strassburgissa, Euroopan innovaatio- ja teknologiainstituutin hallintoneuvostossa sekä perustamassa myös kilpailevaa Aalto-säätiöyliopistoa.

Ainakin minun mielestäni hän on epäonnistunut tiedejohtajan tehtävissään ainakin tieteen kannalta. Herää kysymys,onko Tampereen uusi yliopisto tosiasiassa Suomen tieteen roskapankki. ”Elinkeinoelämähän yleensä vaatii Suomen yliopistomäärää karsittavaksi ja ”keskitettäväksi yhteen tai pariin huippuyksikköön” (joihin Tampere ei näytä kuuluvan)!


”Naisten tieteen” humua ja sumua Halosen kaudella…

Julkaistu Tiede-lehdessä 3/2004

” Naisten päivän päätilaisuus on vetänyt Helsingin yliopiston juhlasalin liki täyteen merkittäviä naisia kunnianarvoisan Helvi Sipilän johdolla. … Taiteilijaprofessori Kaari Utrion ja professori Outi Hovatan puheiden jälkeen eturivistä nousee asialli-sen tyylikkäästi … pukeutunut nainen. Marja Makarow kävelee puhujapönttöön esit-tämään juhlaväelle naistutkijan tervehdyksen. Hän kertoo Viikin kampuksella vuosit-tain järjestetyistä naisten päivän seminaareista, joissa tutkijanaiset ovat puhuneet kokemuksistaan.

- … Halusimme järjestää tämän tilaisuuden siksi, että voisimme tarjota rohkaisevia roolimalleja nuorille naisille - ja meille muillekin, Makarow päättää ja jättää lavan Tarja Haloselle.

Marja Makarowia itseään vakuuttavampaa roolimallia tutkimuksen maailmasta on vaikea löytää (”Tieteen” mielestä) ”…



Tiede korvattiin Helsingissä neurohölynpölyllä…


Tuon ajan “erityistä naistentiedettä” edustivat ehkä vieläkin enemmän ainakin julki-suudessa “Ihmisen peilineuroonien” mukamas “todistaja” Riitta Hari Teknillisen Kor-kekoulun kylmälaboratoriosta, psykologian professorit Liisa Keltikangas-Järvinen, Kirsti Lonka ja Marjaana Lindeman (”synnynnäinen tieto”) Helsingin yliopistosta.

Maria Makarowin yksi perusvirhe oli, että hän tiedejohtajana kaatoi noille rahaa kuin suokokalla, miljardeittain. Se myös osoitti,että hän ei tosiasiassa ymmärrä tieteestä. Tämän ei ole tarkoitus olla loukkaus naisia vaan hölynpölytiedettä vastaan. Se käyttää kaikkia mahdollisia ja mahdottomia ”kortteja”, mitä ikinä vaan keksii.


Vararehtori Marja Makarov opetti ja opetutti Eric Kandelin paskaa ”neurofysiologiana”!


Helsingin yliopiston vuoden 2005 – 2008 opetusohjelmasta:

52265 Neurobiologian luennot, 5-13 op

Tavoitteet ja sisältö:

Luennoilla käsitellään mm. neurobiologian suhde muihin tieteisiin -neurobiologian tutkimusmenetelmiä – neurobiologian aatehistoriaa -hermosolukalvon biofysiikka; sähkökemiallisten ilmiöiden termodynamiikka -hermosolujen sähköinen ja kemiallinen signalointi (aktio- ja lepopotentiaali, synapsien toiminta)

- aivojen plastisuus: hermosoluyhteyksien synty ja ylläpito
– oppiminen ja muisti
– soluvaurioiden mekanismit ja vaurioista toipuminen
- tiedonkäsittely hermostossa
- motoriikka: motoriset ohjelmat; liikkeiden suunnittelu ja toteutus
- neuroetologiaa: kiinteät liikemallit -aistimukset ja havainnot
- sisäiset representaatiot; tietoisuuden neurobiologiaa

Kirjallisuus: luentomoniste, Purves et al: Neuroscience;

Bear et al: Neuroscience – Exploring the Brain;

Kandel et al.: Principles of Neural Science;

Kaila: Hermoston ja käyttäytymisen biologiaa

Kandelin ”molekyyliajatteluteoria” on järjettömyys

Kökkönoopelisti Eric Kandel on pöyristyttävä huijari, eivätkä nämä hänen esittämän-sä molekyyli-ilmiöt ja täysin uusien neuronienvälisten fyysisten kytkentöjen muodos-tuminen ole muistin mekanismi ainakaan millään selkärabkaisella, keskushermostollisella lajilla.

Kandel huijaa härskisti myös keskushermostottomilla selkärangattomilla kuten kuten banaanikärpäsillä ja merietanoilla tekemissään valekokeissa,joissa hän mm. "simuloi aistiärsykkeitä" kohdistamalla sähköisiä "neurosignaaleita" suoraan vaikka banaani-kärpäsen alkoholireseptorin (jolla se löytää ruokansa) neuronien viejähaarakkeeseen aksoniin. Se oli muka viinasta vieroittava rankaiseva ärsyke (se ei ollut lainkaan ärsyke, sellaiset tulevat aistimiin), joka saa banaanikärpäsen hetkeksi "raitistumaan pahan tunteen takia" (kuin antabus)!!! Se lakkaa ainakin joksikin aikaa kokonaan syömästä, ja kuolee (koska ei löydä ruokaa), ellei lillu jossakin hedelmämehussa. Jos se kuitenkin lilluu sellaisessa ja syö, palautuu myös alkoholintunnistus ja liikkuva ruoanetsintäkyky, koska alempien oloiden neuronit uusiintuvat ja palauttavat geneettisen mallin. Näin Kandel tulkitsee drosophilan viina- ja ruokalakon "pavlovi-laiseksi ehdollistumiseksi", koska se on muka "palautuvaa, väliaikaista oppimista” (mikä on ydintuntomerkki)! Pavlovilaista ehdollistumista, joka perustuu palkitseville ja rankaiseville kokemuksille, ja jolle ihmisen muisti yksinomaan perustuu, esiintyy vain aivokuorelliseilla tasalämpöisillä lajeilla: nisäkkäillä ja linnuilla.


Jotakin tekemistä lipidilauttojen kanssa? Tuskin!



Kliiniseen biokemiaan suuntautunut opiskelija Makarow os. Mäkinen pääsi tekemään gradua professori Ossi Renkosen laboratorioon Meilahden teoreettisissa laitoksissa ja valmistui v. 1975 filosofian kandidaatiksi. Hän päätti jatkaa väitöskirjaan asti, joka valmistui v.1979. Ensimmäinen pätkätyö löytyi virusopin laitokselta,kunnes Makarow hakeutui tekemään varsinaista post doc -työtään Kai Simonsin tutkimusryhmään Euroopan molekyylibiologian laboratorioon Saksan Heidelbergiin.

Simons (s. 1938) on esittänyt teorian erityisistä lipidilautoista (rasvamolekyylilau-toista, lipid raft), jollaisia muodostuisi solukalvoilla näiden kanssa kosketuksiin joutu-neiden proteiinimolekyylien kanssa noiden molekyylien ympärille siten että proteiini-molekyylit voisivat näin kulkea solunkalvon läpi sisään ja ulos. Tärkeä aine lipidi-lautassa olisi mm. kolesteroli. Lipidilautat olisivat kooltaan 10-200 µm:n luokkaa.

Lipidilauttoja on tutkittu nyt 40 vuotta mm. Simonsin johdolla ilman, että niiden olemassaolosta olisi saatu sitovaa näyttöä. Vuonna 2000 Simons muutti Dresdeniin Max Planck -instituutin Solubiologian ja genetiikan osaston valmistumisen yhteydes-sä, jonka johtajana toimi vuoteen 2006. Nykyisin Simons toimii johtajana tutkimus-ryhmässä, jonka tarkoitus on yhdistää nykyaikainen molekyylibiologia ja solubiologia.



Makarow tutkii muuntogeenisiä leivinhiivoja


Makarow toimi Heidelbergissa vain kaksi vuotta. Vuonna 1983 perusti oman tutki-musryhmän Helsingin yliopiston geenitekniikan laboratorioon. Tämä tapahtui aikaan, jolloin ongelmat Eric Kandelin kanssa olivat maailmalla vasta käynnistymässä, eikä ”rotyumurhapeilineuroneita” ollut osattu ounastellakaan…

Vuonna 1985 Makarow julkaisee Tieteen mukaan ensimmäinen artikkelinsa itsenäi-senä tutkijana. Uskomatonta,että joku on voinut olla 6 vuotta tohtorina julkaisematta ensimmästäkään itsenäistä artikkelia! Miten Makarowin väikkäri saattoi näin hoitua? Oliko se jokin ”ryhmäväikkäri?! Pääseekö Suomessa akateemikoksi pelkästään roikkumalla sopivissa ryhmissä vaikka kahvinkeittäjänä.

Tiede/Makarov: ” - Omasta kokemuksestani voin sanoa,että tutkijat eivät välttämättä pysty yksin hyödyntämään löydöksiään. Perustutkija ei pohdi, onko työssä jotain keksinnöllistä ja hyödynnettävää tai pitäisikö keksintö suojata ja miten se tehdään. Tällaisissa asioissa tutkija on ihan ulalla ja tarvitsee apua. Jos sitä ei tule, tutkija julkaisee kaiken. Makarow tietää, mistä puhuu: hänellä itsellään on kaksi patenttia Suomessa ja yksi Yhdysvalloissa.Ne liittyvät hyötyproteiinien tuottamiseen hiivassa.“

(Toivottavasti ei vahingossa geenimuunnella maailmalle mitään uutta ”aivosilsaa”…)

Lipidilautat näyttäisivät olevan asiaa – ”molekyyliajattelut” ja pierupeneuronit eivät!


Vuodelta 2011 löytyy PubMed Central Canada –tiedelehdestä Hiroake Waken, Philip R. Leen sekä USA:n ja maailman johtavan neurofysiologin R. Douglas Field-sin artikkeli ”Control of Local Protein Synthesis and Initial Events in Myeli-nation by Action Potentials”, jossa lipidilauttojen arvellaan olevan todennäköinen mekanismi neuronien viejähaarakkeiden aksonien ja niiden signaalinjohtavuutta säätelevän, erillisten oligodendrosyyttigliasolujen muodostaman myeliinipeitteen keskinäisessä signaalinvälityksessä:

” Olidogodenrosyytti-gliasoluissa tietyt aksoni (neuronin viejähaarake) –gliasolu - vuo-rovaikutukset - mukaan lukien Src-perheen kinaasi Fyn, solukiinnitysmolekyyli L1 ja integriini, jotka ovat keskittyneet rasvalautta-mikroalueisiin – säätelevät solutapah-tumia, jotka ovat tarpeen tarvittavien aksonien myelinisoimiseksi.Näihin kuuluu mye- liinin perusproteiinin (MBP) paikallinen välitys mitokondriaaliselta RNA:lta (mRNA) oligodendrosyyttiprosesseihin. Ei tiedetä voiko sähköinen toiminta kontrolloida näiden signaalikompleksien toimintaa. ”


Riosti Koivula, DI, Tampere

Marja Makarow, chief executive, European Science Foundation, Strasbourg, France

Fil.Tri Marja Makarow


Max Planck -isntituutin nykyisillä lipdilautoilla ei ole mitään tekemistä Marja makerovin viimeisten 20 vuoden aikana harrastamien kotkotusten kanssa. Ne tukevat täysin vastakkaisia teorioita.


https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3482340/

Control of Local Protein Synthesis and Initial Events in Myelination by Action Potentials

Nervous System Development and Plasticity Section, The Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development, Bethesda, MD 20892, USA

*To whom correspondence should be addressed. vog.hin.liam@dsdleif


Abstract

Formation of myelin, the electrical insulation on axons produced by oligodendro-cytes, is controlled by complex cell-cell signaling that regulates oligodendrocyte de-velopment and myelin formation on appropriate axons. If electrical activity could sti-mulate myelin induction,then neurodevelopment and the speed of information trans- mission through circuits could be modified by neural activity. We find that release of glutamate from synaptic vesicles along axons of mouse dorsal root ganglion neurons in culture promotes myelin induction by stimulating formation of cholesterol-rich sig-naling domains between oligodendrocytes and axons, and increasing local synthesis of the major protein in the myelin sheath, myelin basic protein, through Fyn kinase-dependent signaling.This axon-oligodendrocyte signaling would promote myelination of electrically active axons to regulate neural development and function according to environmental experience.

Myelin, the multilayered membrane of insulation wrapped around axons by oligo-dendrocytes, is essential for nervous system function and increases conduction velo-city by at least 50 times (1,2). Unique to vertebrates, formation of the myelin sheath must be highly regulated temporally during development and targeted specifically to appropriate axons. Many axon-derived signals regulate myelination,but there is great interest in the possibility that electrical activity could provide an instructive signal, because activity-dependent regulation of myelinogenesis could control myelination during development according to environmental experience, contribute to learning, and guide regeneration after injury according to functional efficacy (3). Electrical activity has been shown to affect proliferation and differentiation of myelinating glia (47), but if electrical activity could regulate subcellular events necessary for myelin induction, then myelin could form preferentially on electrically active axons. Here we test this hypothesis, beginning with the question of how electrical activity in axons might signal to oligodendrocytes to control myelination.

Both neurotransmitters adenosine 5′-triphosphate (ATP) and glutamate (glu) have been implicated in signaling to oligodendrocyte progenitor cells (OPCs). Glutamater-gic synapses can form transiently between axons and some OPCs (8,9). It has been proposed that such synaptic communication between axons and OPCs might stimu- late myelin formation on individual axons that are electrically active (10).However,glu inhibits OPC proliferation and differentiation in monoculture (11).Electrical activity al- so causes nonvesicular release of the neurotransmitter ATP from axons through vo-lume-regulated anion channels (12), and ATP released from axons increases myelin formation by regulating OPC differentiation and expression of myelin proteins (5, 7).

Our measurements confirm that electrical activity stimulates both vesicular release of glu and nonvesicular release of ATP from mouse dorsal root ganglion (DRG) neu-rons in a cell culture preparation equipped with platinum electrodes (13) (fig. S1). Immunocytochemical staining for the postsynaptic protein, PSD-95, failed to provide evidence for postsynaptic specializations on OPCs. However, punctate staining for the synaptic vesicle glycoprotein, synaptophysin, was evident along DRG axons (fig. S2A). Active recycling of vesicles between these sites of vesicle aggregation and the axon membrane was shown by uptake of a lipophilic FM dye (fig. S2, A to C).

To test the hypothesis that release of synaptic vesicles from axons can promote myelination, DRG neurons were treated for 18 hours with botulinum toxin A (BnTX), which cleaves the synaptic vesicle release protein SNAP-25 (25-kD synaptosome–associated protein) (14). SNAP-25 is necessary for synaptic vesicle fusion, and neu-rotransmitter release is blocked for at least 2 weeks after washing out the toxin from DRG neurons (14). OPCs were added to neuron cultures after washing out the toxin, so that only vesicular release from axons would be impaired, and allowed 5 days to differentiate to a promyelinating oligodendrocyte. DRG axons were then stimulated for 5 hours (9 s at 10 Hz, 5-min intervals) and examined 21 days later (Fig. 1A). Si-milar experiments used tetanus toxin (TnTX), which blocks vesicular fusion by clea-ving a different synaptic vesicle protein, VAMP (vesicle-associated membrane pro-tein or synaptobrevin). Both experiments showed that myelination was suppressed in comparison with cultures where vesicular release from axons was not blocked (Fig. 1, B and C, and fig. S3). No differences in cell differentiation, amount of myelin pro-teins,or number of oligodendrocytes were evident between cultures stimulated in the presence or absence of BnTX (Fig. 1D and fig. S4), which suggested a requirement for synaptic vesicle release on myelin induction. Although other mechanisms are likely necessary for maintenance of myelin, the increased induction of myelination after only a 5-hour stimulus has consequences that are observed as increased myelination persisting after 16 days.

Fig. 1


Release of synaptic vesicles from axons promotes myelination. (A) Synaptic vesicle release from DRG neurons was blocked by adding BnTX or TnTX to neuron cultures, and OPCs were added after washing out the toxin. Five days later, axons were stimulated ...

Calcium imaging showed that both glu and ATP release can signal electrical activity in axons to OPCs, but the spatiotemporal dynamics of Ca2+ signaling differed for the two neurotransmitters (Fig. 2, A and B). Stimulation (10 Hz for 15 s) of DRG neurons induced rapid Ca2+ responses in the slender OPC cell processes (Fig. 2, A to E),but the rise time and decay were slower in the OPC soma. This was confirmed by transfecting OPCs with the genetic Ca2+ indicator GCaMP2 (Fig.2, G to I), which allows measurement of Ca2+ responses in OPCs independently from responses in axons. Blocking vesicular release with BnTX or blocking glu receptors with a combi-nation of 6-cyano-7-nitroquinoxaline-2,3-dione (CNQX), DL-2-amino-5-phosphono-pentanoic acid (AP5), and α-methyl-4-carboxyphenylglycine (MCPG) inhibited Ca2+ responses in OPC processes closely associated with axons, but failed to block Ca2+ responses in the cell soma (Fig. 2, H and I, and fig. S5). Somatic Ca2+ responses were inhibited by the P2 receptor blocker suramin (Fig. 2F and fig. S6). The latency of the Ca2+ response to axon stimulation provides evidence for both ectopic release of neurotransmitter and release of neurotransmitter localized to points of axo-glial junctions (fig. S7). We conclude that vesicular release of glu is a major pathway for activity-dependent signaling between axons and OPC processes closely associated with axons and that ATP signaling from axons has a predominant effect on somatic Ca2+ responses, presumably because the release mechanism is less restricted to specialized sites of axo-glial contact (Fig. 2F). Therefore, vesicular release of glu is a likely mechanism to control axo-glial signaling initiating myelination in OPC processes associated with axons.

Fig. 2


Electrical activity in axons is signaled to OPCs by the neurotransmitters glu and ATP. The two neurotransmitters are released through different mechanisms and produce different spatiotemporal Ca2+ responses in OPCs. (A) Ca2+ responses were seen in the ...

In human development, oligodendrocytes in cerebral white matter mature 3 months before they begin to form myelin, which suggests that local axon-glial signaling regu- lates induction of myelin on specific axons (15). Myelinogenesis requires cell recog-nition, the formation of specialized contacts for intercellular signaling, and the syn-thesis of large quantities of lipids and specialized proteins necessary for formation of the myelin sheath.Cholesterol-rich microdomains are organizing centers for signaling molecules and cytoskeletal elements controlling trafficking of membrane proteins and receptors to specialized sites of cell-cell contact (16,17).In oligodendrocytes,spe- cific axon-glial interactions - involving activation of the Src-family kinase Fyn (18), cell adhesion molecule L1, and integrin (16) concentrated in lipid-raft microdomains - regulate subcellular events necessary for induction of myelination on appropriate axons. This includes the local translation of myelin basic protein (MBP) from mRNA in oligodendrocyte processes. It is not known whether electrical activity can control the formation or activity of these signaling complexes.

To test this hypothesis, we monitored trafficking of the transferrin receptor (TfR) into the membrane of OPCs. The TfR is enriched in cholesterol-rich membrane domains, notably at the postsynaptic membrane of neurons (19). OPCs were transfected with TfR-mCherry-superecliptic pHluorin (SEP),which becomes fluorescent only after exo-cytosis and exposure to neutral pH (20). The results show that stimulation of DRG axons (10 Hz, 9 s,at 5-min intervals for 5 hours) increased TfR surface expression on OPCs (Fig.3A). This increased trafficking, in turn, required vesicular glu release from axons, as shown by blocking the increased TfR trafficking by stimulation of neurons pretreated with BnTX or in the presence of glu receptor antagonists (Fig.3,A and B). Activated Fyn kinase (phosphorylated at tyrosine 418) colocalized with the surface expression of TfR receptors (Fig.3C).Electrical stimulation increased phosphorylation of Fyn kinase (Fig. 3D and fig. S9) and increased the surface expression of cell ad-hesion molecule L1 (fig. S9A). Both responses required vesicular release, as shown by BnTX treatment before stimulation (Fig. 3D and fig. S9A).

Fig. 3


Formation of axon-oligodendrocyte signaling domains by electrical stimulation. Traf-ficking of TfR into cholesterol-rich membrane domains of OPCs was increased by the vesicular release of glu from neurons induced by electrical stimulation. (A) Punctate ...

These results indicate that vesicular release of glu from axons stimulates the for-mation of cholesterol-rich microdomains in oligodendrocytes and activates signaling pathways known to regulate local translation of MBP. This raises the hypothesis that local translation of MBP in oligodendrocytes could be controlled by electrical activity. We focused on MBP because it is the major protein constituent of the myelin sheath and because it is required for formation of myelin.MBP mRNA is transported in RNA granules toward the distal ends of the oligodendrocyte processes where the protein is translated and delivered locally to the plasma membrane for myelin formation (21, 22).

To visualize local translation of MBP, we developed a genetic construct in which MBP was labeled with a fluorescent protein, kikume green-red (kikGR), which is irreversibly converted from green to red fluorescence by ultraviolet (UV) light (23). After photoconversion, previously synthesized MBP appears red, and newly synthe-sized MBP will appear as green fluorescent spots.OPCs transfected with a construct containing the MBP coding region showed local MBP translation during a 40-min observation period after stimulation of DRG axons (10 Hz, 10 min), and the newly synthesized protein was inserted into the cell membrane (Fig.4C and fig.S10).OPCs transfected with a construct containing only the 3′ untranslated region (3′UTR) of MBP also showed local kikGR translation only after stimulation of DRG axons, but the protein was not targeted to the cell membrane (fig. S10). When stimulation was delivered locally by using bipolar electrodes separated by 350 μm, rather than by field stimulation of the entire culture, only oligodendrocytes adjacent to stimulated axons showed local translation of MBP, and neighboring oligodendrocytes outside the region of stimulation showed no MBP translation (fig. S11). Either pretreating axons with BnTX or stimulation in the presence of glu receptor blockers prevented local synthesis of MBP in response to stimulation. AMPA receptor or P2 receptor blockers were without effect, but AP5 or MCPG significantly inhibited local trans-lation of MBP,which demonstrated that vesicular release of glu from axons acting on N-methyl-D-aspartate receptors (NMDARs) and metabotropic glu receptors (mGluRs) stimulates local translation of MBP (Fig.4,C and D). Suppressing Fyn kinase activity by small interfering RNA (siRNA) transfection into oligodendrocytes completely blocked the electrically induced local translation of MBP (Fig. 4D).

Fig. 4

Action potentials induce local translation of MBP by vesicular release of glu. (A) Experiments were carried out on rat OPCs before expressing MBP protein, although MBP mRNA was present. (B) Local translation of MBP was studied by transfecting OPCs with ...

After synthesis, myelin proteins must be restricted to the appropriate membrane re-gions adjacent to the axon being myelinated.To determine whether vesicular release of neurotransmitter from axons stabilizes mobility of myelin proteins in OPC cell pro-cesses, MBP was visualized by using a photoactivated green fluorescent protein (GFP) (24). Illumination with a spot of UV light rendered MBP fluorescent in a dis-crete 1-μm region of the OPC cell process, so that mobility of the MBP could be monitored by time-lapse confocal microscopy (Fig. 4E and fig. S12). Movement of newly synthesized MBP was highly restricted to discrete regions of OPC cell proces-ses in comparison with OPCs cultured with neurons previously treated with BnTX (P < 0.005). Blocking P2 receptor activation with suramin did not prevent the restricted MBP mobility (Fig. 4E and fig.S12). This indicates that vesicular release of glu from axons restricts the mobility of MBP, as would be required to wrap MBP-containing membrane selectively around axons firing action potentials.

Our results suggest that activity-dependent regulation of these subcellular processes in oligodendrocytes initiates myelin formation preferentially on electrically active axons (fig.S13). Although the mechanisms revealed here must be confirmed in vivo, this form of activity-dependent regulation could be important in modifying develop-ment of brain circuits according to environmental experience, as myelination of the cerebral cortex continues through at least the first three decades of life (3). Human brain imaging has detected changes in white matter regions after learning (25), al-though the cellular basis for these changes is unknown. Regulation of myelination by impulse activity in individual axons could regulate neurodevelopment and thus influence information transmission in the brain.

Supplementary Material

Supplementary Data

Acknowledgments

We thank M. D. Ehlers for the TfR construct; J. Lippincott-Schwartz for the photoac-tivatable GFP; E. A. Johnson for BnTX; D. Abebe for assistance with experimental animals; and J. Chan, R. Chittajallu, and J. Ou for critical comments on an earlier draft of this manuscript.This work was supported by the intramural research program at the National Institute of Child Health and Human Development and by a Japan Society for the Promotion of Science fellowship for H. Wake.